Este DOCUMENTO define os requisitos necessários controlar os riscos associados à manipulação ou armazenamento e eliminação de agentes biológicos, príons e toxinas nos laboratórios da Rede Nacional de Laboratórios Agropecuários.
Processo:
Gestão de Riscos Biológicos
Entrega:
Biossegurança e Bioproteção Laboratorial
Público alvo e demais interessados:
Servidores e demais funcionários da Rede LFDA
Versão do documento:
01
Data de publicação:
02/12/2025
Setor responsável e responsabilidades
O Setor de Gestão de Riscos Biológicos e Riscos Químicos, da Coordenação de Demandas Laboratoriais, da Coordenação Geral de Laboratórios Agropecuários, do Departamento de Serviços Técnicos (SEBIO/CDL/CGAL/DTEC) é responsável pela elaboração, atualização e envio para aprovação deste manual, tendo responsabilidade quanto aos procedimentos descritos no documento.
O SEBIO (Setor de Gestão de Riscos Biológicos e Riscos Químicos) é o Setor da CGAL (Coordenação Geral de Laboratórios Agropecuários) responsável por coordenar a implementação e manutenção do Sistema de Gestão de Riscos Biológicos (SGRB) nos LFDA (Laboratórios Federais de Defesa Agropecuária), assegurando o cumprimento dos requisitos nacionais e internacionais de biossegurança e bioproteção laboratorial.
O SGRB é um sistema de gestão ou parte de um sistema de gestão utilizado para estabelecer as políticas, objetivos e processos da gestão de riscos biológicos para atingir esses objetivos.
Entende-se por biossegurança laboratorial o conjunto de práticas, tecnologias e princípios de contenção que visam prevenir a exposição não intencional ou acidental a patógenos e toxinas ou seu escape acidental.
Entende-se por bioproteção laboratorial o conjunto de medidas de segurança, em âmbito institucional e pessoal, que visa prevenir a perda, o mau uso, roubo ou liberação intencional de patógenos e toxinas.
Este documento se aplica a todos os LFDA e demais Laboratórios pertencentes à Rede Nacional de Laboratórios Agropecuários (RNLA) do Ministério da Agricultura e Pecuária que manipulam e/ou estocam agentes biológicos, toxinas e príons, independente do seu nível de classificação de biossegurança.
Trata-se de um documento orientativo, a ser implementado na RNLA, como diretriz para a implementação e manutenção do SGRB em todas as áreas com risco biológico.
A fim de facilitar a integração de todos os sistemas de gestão, este Manual de Segurança Biológica deve ser compatível com o Sistema de Gestão da Qualidade e demais sistemas de gestão.
¶ 3. POP/SEBIO/008/01 - Boas Práticas em Laboratórios com Risco Biológico
Este POP descreve os procedimentos e critérios adotados para a correta utilização do ambiente laboratorial e diversas ferramentas laboratoriais com o objetivo de proteger o operador e o meio ambiente contra os perigos existentes no âmbito laboratorial.
Este POP constitui uma normativa do SEBIO/CDL/CGAL/DTEC devendo ser adotado na Rede LFDA para aplicação durante as práticas laboratoriais em laboratórios que envolvam riscos biológicos.
Compete ao SEBIO emitir, revisar e disponibilizar este POP, bem como comunicar quaisquer alterações relevantes aos interessados e envolvidos no processo.
Estabelecer, harmonizar e divulgar as melhores práticas laboratoriais para laboratórios com risco biológico.
Compete aos NGBIO implantar e garantir a manutenção deste POP no seu LFDA de atuação.
Nunca realizar um experimento para o qual não esteja treinado ou sem a devida autorização.
Sempre que possível, não trabalhar sozinho, e caso seja necessário avise a algum colega de trabalho ou ao responsável pela unidade. Exceto em áreas de alta contenção biológica, onde é proibida a entrada de apenas uma pessoa.
Manter objetos de uso pessoal fora do laboratório.
Alimentos (incluindo goma de mascar, balas, pastilhas para a garganta e para a tosse) e/ou bebidas não devem ser armazenados ou consumidos nos laboratórios. O consumo deve ser feito apenas nas áreas designadas para esta finalidade.
Utensílios utilizados para a alimentação deverão ser guardados em locais próprios para esta finalidade. Jamais utilizar os equipamentos do laboratório para aquecer ou manipular alimentos.
Não se deve fumar e/ou aplicar cosméticos no laboratório. A colocação e retirada de lentes de contato ou escovação de dentes no laboratório pode transferir material de risco para os olhos ou boca. Estes procedimentos devem ser realizados fora do laboratório com as mãos limpas.
Prender os cabelos, quando forem longos. As unhas devem ser mantidas limpas e, de preferência, curtas.
Sempre lavar as mãos após manipulação de materiais ou animais infectados, bem como antes de deixar o laboratório.
Molhe as suas mãos com água limpa e corrente, desligue a torneira e aplique sabonete;
Ensaboe as suas mãos, esfregando-as uma na outra com sabonete. Certifique-se de que a área das costas das suas mãos, os entre dedos e as suas unhas também são limpas;
Esfregue as suas mãos pelo menos por 20 segundos;
Enxague bem as suas mãos por debaixo de água limpa e corrente;
Seque as suas mãos usando uma toalha limpa ou deixe-as secar ao ar.
É imprescindível a adoção de medidas de precaução como a utilização correta de EPI por todos os funcionários para execução de atividades em áreas com risco biológico.
Conhecer a localização e o uso correto dos EPIs necessários.
O uso de jalecos e sapatos fechados é obrigatório em todos os laboratórios.
O uso de luvas é obrigatório em todos os laboratórios que manipulam micro-organismos, toxinas, tecidos, secreções e excreções de origem animal. Trocar de luvas ao trocar de material. Nunca tocar o rosto com as luvas de trabalho, tampouco locais e objetos que possam ser manipulados sem proteção, como maçanetas, interruptores etc.
O uso de protetores para os olhos, máscaras, toucas, troca completa de roupa e outros EPIs deve ser definido por cada laboratório/unidade e descrito em procedimentos específicos emitidos por eles.
Os óculos para a correção da visão não são substitutos adequados para aqueles de proteção. As lentes de contato nunca devem ser usadas no laboratório porque os vapores podem reagir com elas, tendo um efeito danoso para os olhos.
Os EPIs devem ser usados somente no laboratório e removidos na saída, devendo ser deixados em local apropriado.
Para calçar, remova joias e outros artefatos de mãos e punhos.
Lave e seque as mãos.
Cuidadosamente, calce a luva ajustando-a ao punho.
Para remover, desinfetar as mãos enluvadas.
Segure o punho de uma das luvas com a mão oposta.
Enquanto segura o punho da luva, puxe a luva, em parte fora.
Certifique-se de que os dedos da mão na luva parcialmente removido ainda estão dentro da luva.
Segure o punho da outra luva com a mão agora, em parte, com luvas.
Puxe esta luva em parte fora, até que apenas os dedos são cobertos.
Apenas os dedos das duas mãos serão agora enluvados.
Pegue com cuidado a parte de dentro para fora da luva, usando a mão oposta para pegar cada luva. Lentamente, puxe ambas as luvas de fora, ao mesmo tempo.
Tenha o cuidado de só tocar as superfícies internas das luvas com sua pele nua.
Não toque no lado de fora das luvas, já que esta superfície ainda pode estar contaminada.
Descarte as luvas em um receptáculo projetado para tais resíduos.
Imediatamente, lave bem as mãos e as desinfete, uma vez que todos os furos invisíveis ou rasgos nas luvas poderia ter exposto suas mãos para contaminantes.
Todos os procedimentos conduzidos dentro de um laboratório devem ser realizados cuidadosamente a fim de minimizar a criação de borrifos, gotejamentos ou aerossóis.
Os procedimentos descritos neste POP não eliminam a necessidade do uso de EPI e uniformes, definidos nos procedimentos específicos das unidades e de acordo com cada nível de biossegurança.
Antes de operar qualquer equipamento, deve-se proceder a leitura cuidadosa do seu manual de instruções e cumprir com as recomendações do fabricante.
O material infeccioso a ser transportado deve ser acondicionado em recipientes adequados.
Os recipientes contendo grandes volumes devem ser transportados em carrinhos de laboratório e a utilização de frascos de vidro para o transporte de grandes volumes não é permitida.
Os requisitos descritos a seguir são obrigatórios para as áreas classificadas como NB4 e recomendados para as áreas classificadas como NB3.
Qualquer operação com centrífugas deve ser realizada em salas exclusivas especialmente designadas para esse fim, com maior pressão negativa.
As centrífugas a vácuo devem dispor de filtro HEPA, instalado em condições que permitam certificação, ou trapa ácida entre a centrífuga e a bomba de vácuo.
O uso de centrífugas não-herméticas está permitido, desde que se utilizem rotores ou copos com tampas herméticas.
Depois de finalizada a centrifugação aguardar, aproximadamente, 30 minutos, ou o tempo definido pelo fabricante, antes de abrir a centrífuga permitindo, assim, a sedimentação dos aerossóis.
Em caso de amostras contendo material infeccioso, a abertura do rotor, copos e frascos deve ser realizada dentro de CSB.
Terminada a operação, desinfetar os rotores, copos e a câmara interna da centrífuga.
Em caso de quebra de frascos dentro da centrífuga, promover a sua desinfecção.
A CSB é o dispositivo principal utilizado para proporcionar a contenção de borrifos ou aerossóis infecciosos provocados por inúmeros procedimentos microbiológicos.
Os frascos com amostras de material infeccioso devem ser abertos no interior de CSB.
As operações com homogeneizadores, agitadores, trituradores, lavadores de microplacas, diluidores e a filtragem de pequenos volumes devem ser realizadas no interior de CSB.
Não operar CSB que não tenham sido qualificadas ou com qualificação vencida. Nesses casos, o equipamento deve ser identificado com uma etiqueta contendo os dizeres “Equipamento fora de uso temporário”.
Planeje e organize todo o seu material antes de ligar o equipamento, evitando passagens de acessórios na barreira de ar durante os procedimentos.
Mantenha um mínimo de movimento no local quando a cabine estiver em uso.
Não bloqueie ou tampe nenhuma passagem de ar na superfície da área de trabalho.
Não colocar excesso de material ou equipamentos grandes que possam interferir no fluxo de ar.
Manter o visor abaixado.
Executar os trabalhos com o maior cuidado possível, evitando movimentos bruscos.
Evitar movimentações bruscas de pessoal, abertura e fechamento de portas na sala de trabalho, durante a operação.
A manipulação de materiais deve ser retardada por, aproximadamente, 1 (um) minuto após o posicionamento dos braços e mãos no interior da CSB.
Realizar todos os procedimentos na superfície de trabalho a uma distância de, pelo menos, 10 cm da grade frontal.
Não usar chamas abertas, pois elas formam turbulências rompendo o balanço de ar fornecido à superfície de trabalho e podem danificar o filtro HEPA de insuflamento.
Ligar o ventilador da CSB e aguardar, aproximadamente, 20 (vinte) minutos, ou o tempo indicado pelo fabricante, antes de iniciar os trabalhos para que seja criada uma circulação com ar estéril.
Desinfetar a superfície do equipamento, inclusive a lâmpada ultra-violeta (UV), com gaze embebida em solução desinfetante.Com exceção das CSB utilizadas para trabalhos com príons, pois o álcool pode fixar este agente.
Ligar a lâmpada UV por 15 (quinze) minutos.
Desligar a lâmpada UV e acender a lâmpada incandescente.
Colocar um material absorvente embebido em solução desinfetante sobre o local de trabalho.
Desinfetar o material que será colocado dentro da CSB com solução desinfetante.
Colocar recipientes resistentes dentro da CSB para receber os materiais utilizados promovendo uma desinfecção primária.
Após o término dos trabalhos, deixar o equipamento ligado de 3 a 4 minutos sem nenhuma atividade e, depois, desinfetar as superfícies da CSB com álcool 70 GL ou álcool iodado.
Acender a luz ultravioleta por 15 minutos e desligar o equipamento.
Periodicamente, após a desinfecção da área de trabalho, retirar a bancada e recolher as sujidades que porventura estiverem debaixo dela e desinfetar esta área com os desinfetantes citados acima.
Devido às características específicas de material genético, os laboratórios que manipulam este material devem elaborar procedimentos específicos para desinfecção das suas CSB.
As Lâmpadas ultravioletas (UV) têm construção similar às lâmpadas fluorescentes comuns, exceto que emitem luz ultravioleta com um comprimento de onda de 254 nm.
Este comprimento de onda de luz destrói o material genético dos micro-organismos, resultando em um amplo espectro de desinfecção.
Embora a luz UV seja efetiva quando atinge uma célula diretamente, ela não tem eficácia quando a célula está protegida por partículas de poeira, sujeira ou matéria orgânica.
Devido a esta característica, a radiação UV somente deve ser usada como um método complementar para manter o estado de desinfecção da área de trabalho da CSB e nunca como um agente de inativação de micro-organismos.
A radiação UV é prejudicial para os olhos e pele e, por isso, não deve ser acionada quando se estiver trabalhando na CSB.
A exposição à UV danifica os tecidos, equipamentos plásticos e borracha.
Recomenda-se o controle da emissão de radiação a cada 6 meses com medidor de radiação UV.
O número de horas de uso das lâmpadas UV deve ser controlado a cada uso.
Como os fabricantes definem uma vida útil de 7500 a 10000 horas e, como antes deste período ser atingido já acontece uma redução no nível de radiação, podemos considerar, na prática, 5.000 horas como um tempo adequado, quando, então, a lâmpada deverá ser substituída.
Conhecer a localização e o uso correto dos EPCs necessários.
Utilizar CSB para evitar a exposição a aerossóis;
Em caso de experimentos físico-químicos, utilize sempre a capela de exaustão quando vapores tóxicos ou gases nocivos possam ser evolvidos. Seja cauteloso ao fazer testes para determinar odores; se forem necessários, use sua mão para puxar os vapores em direção ao nariz.
Deve haver uma pia para lavagem das mãos e chuveiro de emergência, incluindo lava-olhos, em cada conjunto de laboratórios, conforme apropriado para os produtos químicos e outros perigos presentes. Esses equipamentos devem ser operados periodicamente para verificação de sua funcionalidade. Recomenda-se que chuveiros de emergência e lava-olhos devem estar no máximo há 8 metros dos postos de trabalho; assim, qualquer respingo poderá ser tratado em menos de 15 segundos. Devem estar também facilmente visíveis e acessíveis, e longe de equipamentos e entradas elétricas.
Sente-se apoiando as costas contra o encosto da cadeira, com os pés apoiados no chão ou em um suporte adequado. A cada 30 ou 60 minutos, levante-se para se esticar e se movimentar.
Evite projetar a cabeça para frente enquanto trabalha. Prefira trabalhar em uma cadeira que permita uma maior aproximação com a bancada, mantendo-se sempre ereto e com as costas apoiadas.
Mantenha os ombros relaxados e os cotovelos perto dos lados do corpo.
Mantenha seus pulsos neutros e alinhados.
Use pressão leve ao executar tarefas tais como pipetagem.
Faça uma pausa de 1 minuto à 2 minutos, a cada 20 minutos de pipetagem.
Evite posições estáticas por longos períodos de tempo. Alterne o peso do corpo entre os dois pés várias vezes quando o trabalho estiver sendo feito de pé. De preferência, use um banco pequeno ou prateleira para sustentar um dos pés e aliviar a pressão sobre suas costas.
Se possível, varie a posição de segurar objetos ou alterne entre as mãos.
Varie atividades. Mude a sua posição e faça pausas a cada 20 minutos para descansar os músculos e aumentar o fluxo sanguíneo e circulação.
Faça pausas quando trabalhando em atividades que exigem alto esforço visual, como na leitura de documentos no computador ou trabalhando ao microscópio. A cada 15 minutos, feche os olhos ou se concentre em algo distante.
Trabalhadores não devem carrear mais de 25 kg. Mulheres, trabalhadores muito jovens ou idosos devem evitar cargas superiores à 15 kg. Em circunstâncias especiais, trabalhadores treinados e aptos podem carrear até 40 kg.
Observar a técnica correta para erguer cargas do chão:
¶3.5.6 Contaminação de ambientes (externo e interno)
O laboratório deve ser fácil de limpar, com superfícies impermeáveis à água e resistentes a produtos químicos. Deverão ser estabelecidos procedimentos para a limpeza frequente e desinfecção durante e no final do período de trabalho.
As portas do laboratório devem estar fechadas quando o trabalho estiver em andamento e a renovação do ar deve ser feita pelo sistema de exaustão da sala. Quando CSB são utilizadas, deve-se ter cuidado para que os sistemas de ventilação se mantenham equilibrados.
Devem ser tomadas precauções para minimizar a produção de aerossóis, principalmente na pipetagem e manuseio de centrífugas. Em muitos procedimentos é recomendável o uso de CSB para evitar contaminações.
A bancada deve ser recoberta com material absorvente se houver risco de respingos.
Mantenha a estante de reagentes e a balança de laboratório limpas e bem organizadas. Limpe qualquer derramamento imediatamente;
Vidraria e outros materiais contaminados devem ser armazenados com segurança. Materiais para descarte devem ser transportados em recipientes robustos, sem derramamento. Os resíduos devem ser autoclavados, incinerados ou descontaminados antes do descarte. Materiais reutilizáveis devem ser descontaminados por meios apropriados. Nenhum material infeccioso deve ser descartado nas pias do laboratório ou em qualquer outro dreno.
Tampe todo e qualquer frasco imediatamente após a retirada do produto.
Segure a tampa dos frascos de reagentes entre seus dedos; colocá-las sobre a mesa pode causar contaminações e trocas com tampas de outros reagentes.
Nunca devolva qualquer excesso de reagente ao frasco original, a menos que você seja instruído a fazê-lo. O dinheiro economizado com a devolução de excessos raramente vale o risco de contaminar todo o frasco.
Nunca coloque espátulas, colheres ou facas em um frasco contendo um reagente sólido, a menos que você seja instruído a fazê-lo. Em vez disso, agite o frasco ainda fechado vigorosamente, ou bata-o suavemente sobre uma mesa para romper qualquer incrustação; então despeje a quantidade desejada. Ocasionalmente essas medidas não são eficientes e, nesses casos, uma colher de porcelana limpa pode ser utilizada.
Centralize tanto quanto possível a carga no prato da balança.
Proteja a balança contra a corrosão. Os objetos a serem colocados sobre o prato devem ser limitados a metais e plásticos inertes e materiais vítreos.
Mantenha a balança e seu gabinete meticulosamente limpos. Um pincel é útil na remoção de material derramado ou poeira.
Utilize uma tenaz ou pinça para prevenir a absorção da umidade de seus dedos por objetos secos.
As tentativas de se pesar um objeto cuja temperatura é diferente daquela de seus arredores resultarão em erros significativos. As falhas ocorridas por não se esperar tempo suficiente para que um objeto aquecido retorne à temperatura ambiente são a fonte mais comum desse problema. Os erros devido à diferença de temperatura têm duas fontes. Na primeira, as correntes de convecção dentro do gabinete da balança exercem um efeito de empuxo sobre o prato e o objeto. E na segunda, o ar aquecido aprisionado em um frasco fechado pesa menos que o mesmo volume de ar sob temperaturas mais baixas. Ambos os efeitos fazem que a massa aparente do objeto seja menor.
Um objeto de porcelana ou de vidro pode adquirir, ocasionalmente, uma carga estática suficiente para fazer que a balança funcione de forma errática; esse problema é particularmente sério quando a umidade relativa é baixa. Para minimizar o problema, o objeto a ser pesado pode ser limpo com uma camurça levemente umedecida.
¶3.5.9 Manuseio de pipetas, pipetadores e aferição de volumes
A pipetagem com a boca é proibida, sempre utilizar pipetadores.
Em áreas biosseguras não se deve utilizar pipetas que necessitem descarga forçada, ou seja, aquelas que possuem 2 (duas) faixas na extremidade superior.
O bocal da pipeta deve estar protegido com tampão de algodão e a operação deve ser realizada somente com o auxílio de equipamentos.
Os micropipetadores devem ser operados de acordo com as instruções do fabricante.
Descarregar o conteúdo lentamente pelas paredes, orifícios das microplacas ou próximo ao líquido recipiente, evitando-se gotejamentos ou jatos que formem aerossóis.
As pipetas e micropipetas, bem como todo o material utilizado nas análises, devem ser imersas em solução desinfetante por, pelo menos, 30 minutos antes de serem encaminhadas para autoclavação.
Na aferição de volumes, sempre utilizar vidraria limpa e previamente seca ou realizar ambiente (pré-rinsagem). A secagem pelo uso de material absorvente não é recomendada por ser fonte potencial de contaminação. Em caso de secagem por calor atentar para o risco de histerese do material.
Observar o método correto de aferição: nas soluções incolores ou de superfície côncava, a aferição se dá na parte inferior do menisco; nas soluções coradas ou de superfície convexa, a aferição se dá na parte superior do menisco. Em ambos os casos a posição dos olhos deve ser sempre à altura do menisco.
Observar o método correto de pipetagem: aspirar o líquido com a pipeta em posição vertical para melhor aferição do volume e visualização do menisco; liberar o liquido lentamente pelas paredes, orifícios das microplacas ou próximo ao líquido recipiente, evitando-se gotejamentos ou jatos que formem aerossóis.
Os micropipetadores devem ser operados de acordo com as instruções do fabricante. No geral, a faixa de volume útil vai de 10 % a 100% do volume total; já o volume recomendado vai de 35 % a 100%. O uso da faixa entre 10 % a 35% do volume total exige alto domínio do analista.
O método correto de fixar o volume é destravar a pipeta, girar o botão de forma a passar um pouco do volume desejado, voltar ao volume desejado e só então travar a pipeta.
Deve-se mergulhar a pipeta o mínimo possível na solução a ser pipetada. Acompanhar o abaixamento do volume do líquido movendo-se a pipeta no mesmo sentido. Manter a velocidade de aspiração e liberação uniforme e não muito alta, para evitar formação de bolhas.
Deve-se evitar a utilização de uma mesma pipeta por longos períodos, pois a transferência de calor das mãos do analista para o instrumento acarreta em erros.
Tabela 1: Intensidade do erro envolvido no uso de micropipetadores e suas fontes relacionadas.
Seja extremamente cuidadoso ao tocar objetos que tenham sido aquecidos. Vidro quente se parece com vidro frio.
Pratique manipulações pouco familiares antes de colocá-las em uso.
Nunca coloque um objeto aquecido diretamente na bancada ou no dessecador; ao contrário, coloque-o sobre uma gaze ou uma placa de cerâmica resistente ao calor.
Mantenha tenazes e pinças usadas no manuseio de objetos aquecidos rigorosamente limpas. Particularmente, não deixe que suas pontas toquem a bancada.
Não dirigir a abertura dos frascos em sua direção ou na direção de outras pessoas quando estiverem sob aquecimento.
Nunca tente forçar a passagem de tubos de vidro por orifícios de rolhas. Em vez disso, tenha a certeza de que ambos, o tubo e o orifício, estejam úmidos com água contendo sabão. Proteja as mãos com várias camadas de uma toalha enquanto estiver fazendo a inserção.
Não re-encapar agulhas, nem tentar quebrá-las, entortá-las ou desconectá-las das seringas.
Desprezar perfuro-cortantes em recipiente adequado, resistente à perfuração, estanque e com tampa, nunca ultrapassando 2/3 da capacidade total.
Procedimentos de preparo do papel de filtro para filtração: o papel é dobrado em sua metade (a), firmemente pressionado e dobrado novamente (b). Um pequeno pedaço triangular de um dos cantos é rasgado paralelamente à segunda dobra (c). O papel é aberto de maneira que o quarto inteiro forme um cone (d). O cone é ajustado no funil e a segunda dobra é amassada (e). A fixação se completa pelo umedecimento do cone com água de uma pisseta e com batidas de leve dadas com a ponta dos dedos (f). Não deve haver vazamento de ar entre o funil e um cone adequadamente fixado; além disso, a haste do funil será preenchida com uma coluna contínua de líquido.
Coloque o bico de Bunsen longe de qualquer objeto ou material combustível, como papéis, cadernos e produtos químicos inflamáveis.
Durante o uso, prenda o cabelo (caso seja comprido), retire jóias ou acessórios que possam entrar em contato com a chama (como colares e gravatas) e não use roupas muito soltas ou largas. Quando são usados crachás presos com cordão no pescoço, estes devem estar sob o jaleco.
Inspecione a mangueira de gás a procura de fissuras, buracos, pontos de esmagamento ou qualquer defeito e garanta o encaixe perfeito entre ela e as demais peças (válvula de gás, queimador etc.).
Antes de ligar o equipamento, deve-se verificar se as passagens de gás e ar do bico estão fechadas; em caso afirmativo, pode-se então abrir a válvula do encanamento de gás. Em seguida, o fósforo deve ser aceso perto do bocal de queima e somente então a passagem de gás do bico deve ser aberta. O processo dará origem a uma chama grande, amarela, que desprende fuligem e de baixa temperatura (em torno de 300 °C), ineficaz para o aquecimento de substâncias (1). Para promover queima completa do gás (ou seja, chama mais quente e sem fuligem), a entrada de ar deve ser aberta e regulada até que se consiga uma chama azul (o processo de regulagem passará por chamas de aspecto parecido com 2 e 3, até o resultado final 4).
Não deixe o bico ligado sem supervisão.
Quando o trabalho for encerrado, feche primeiramente a válvula do encanamento de gás e deixe a chama se extinguir por si só; isso evitará que restos de gás permaneçam na mangueira. Só então feche a passagem de gás e ar do bico.
¶3.5.13 Manuseio e estocagem de agentes e reagentes
Assegurar-se que todos os agentes que ofereçam risco estejam identificados e estocados conforme procedimentos pré-estabelecidos.
Consultar os dados de segurança antes de utilizar reagentes químicos e seguir os procedimentos apropriados ao manusear ou manipular agentes perigosos.
Evitar a estocagem de reagentes no laboratório, principalmente inflamáveis. Manter apenas a quantidade para uso em curto prazo.
Observar as regras de compatibilidade ao estocar reagentes, tais como não estocar bases próximas a ácidos, inflamáveis próximos a oxidantes etc.
Identificar frascos de reagentes antes de abri-los, para que se possa tomar os cuidados necessários para tal (como por exemplo, posicionar o bocal do frasco para longe de si e de outras pessoas quando o reagente for volátil, com possível liberação de vapores em sua abertura).
Nunca tentar identificar um reagente pelo odor ou sabor.
Nunca aquecer inflamáveis diretamente em chama.
Ao preparar soluções ácidas sempre adicionar o ácido à água, nunca o contrário.
Em caso de contato com corrosivos, lave o local exaustivamente com água fria por no mínimo 15 minutos. Não tente neutralizar a substância utilizando outra solução, mesmo que diluída; a reação de neutralização geralmente libera calor, que pode provocar agravamento dos ferimentos. Se uma solução corrosiva for derramada sobre a roupa, remova o traje imediatamente. Tempo é de grande importância; não se deve preocupar com constrangimentos.
Fazer a desinfecção da área de trabalho, anti-sepsia das mãos e esterilização do material antes e depois de qualquer atividade. Especial atenção deve ser dada aos meios, e um controle de garantia de inocuidade e esterilidade dos mesmos deve ser adotado.
Sempre flambar o material (como alças e agulhas bacteriológicas) da base para a ponta, e a boca dos frascos e tubos antes e depois das inoculações.
Trabalhar na área de segurança (aproximadamente 10 cm ao redor da chama do bico de Bunsen).
Semeadura em tubos
Tipo de meio: inclinado.
Semeadura: estria sinuosa.
Técnica: semear com alça ou agulha bacteriológica, em zig-zag, partindo da base para a extremidade da superfície inclinada do meio.
Objetivo: obtenção de intensa massa de microorganismos.
Tipo de meio: inclinado.
Semeadura: estria reta.
Técnica: semear com agulha bacteriológica, fazendo uma linha reta, com cuidado para não ferir o ágar, partindo da base para a extremidade superior do meio.
Objetivo: obtenção de pequena massa de microorganismos.
Tipo de meio: inclinado ou em camada alta.
Semeadura: picada central.
Técnica: semear com agulha bacteriológica, no centro do ágar; dependendo da finalidade, o inóculo deve penetrar até 2/3 do tubo ou até o fundo deste.
Objetivo: é utilizada para verificar fermentação e motilidade em algumas técnicas.
Tipo de meio: semi-sólido.
Semeadura: picada em profundidade.
Técnica: semear com agulha bacteriológica, no centro do ágar; dependendo da finalidade, o inóculo deve penetrar até 2/3 do tubo ou até o fundo deste.
Objetivo: é utilizado para verificar fermentação e motilidade em algumas técnicas, ou para estocar culturas puras.
Tipo de meio: líquido.
Semeadura: difusão.
Técnica: uma alçada da colônia (ágar em placa) ou da cultura (de outro meio ou líquido) é introduzida no meio líquido, com agitação da alça para maior difusão dos microorganismos e homogeneização; pode-se inclinar o tubo a 30° e esfregar o inóculo na parede do mesmo; quando o tubo retornar à posição original o inóculo se difundirá.
Objetivo: repique genérico para crescimento bacteriano.
Semeadura em placas
Semeadura: pour-plate ou disseminação.
Técnica: método em profundidade; transferir 1 mL da cultura para placa de Petri vazia, colocar 10 à 20 mL do meio fundido e resfriado a cerca de 45 à 50°C sobre a cultura e homogeneizar suavemente com movimentos circulares.
Objetivo: contagem bacteriana. É utilizado também para análise de microorganismos anaeróbios, adicionando outra camada de meio fundido após o endurecimento da primeira camada.
Semeadura: estria simples.
Técnica: transferir uma alçada da cultura para o meio sólido em placa e estriar com a alça bacteriológica sobre o meio. A estria pode ser realizada em movimento de zig-zag (estria sinuosa) ou como uma linha reta sobre o meio (estria reta).
Objetivo: essa técnica é muito utilizada para visualização de determinadas propriedades metabólicas, como a produção de enzimas hidrolíticas e produção de pigmentos.
Semeadura: esgotamento em estrias ou estrias múltiplas.
Técnica: transferir uma alçada da cultura para meio sólido em placa e estriar com a alça bacteriológica sobre o meio. A inoculação pode ser feita de duas maneiras: em 3 estrias (estriar em metade da placa, com movimentos de zig-zag, girar a placa 90° e estriar até a metade da área restante, girar mais 90° e estriar o restante do meio) ou em 4 estrias (estriar até 2/3 da metade da placa, girar 90°, estriar 2/3 do próximo quadrante, girar 90°, estriar mais 2/3 do próximo quadrante, girar 90° e estriar o restante do meio).
Objetivo: obtenção de colônias isoladas. É importante não cruzar as estrias (não tocar a alça na estria anterior). Pode-se, alternativamente, flambar a alça e tocar a ponta da estria anterior, arrastando um pequeno inóculo para a próxima estria.
Semeadura: spread-plate ou distensão.
Técnica: transferir 0,1 mL da cultura para o meio sólido na placa e espalhar uniformemente com a própria ponta da pipeta, ou alça bacteriológica/swab/alça Drigalsky.
Objetivo: obtenção de crescimento confluente, ou para contagem bacteriana. Esta técnica é muito utilizada na realização de antibiogramas.
Cada frasco que mantém uma amostra deve estar marcado para que seu conteúdo possa ser positivamente identificado.
Registre todos os dados e observações a caneta diretamente no formulário destinado à esse fim. A organização é desejável, mas você não deve obtê-la transcrevendo dados. O risco de perder - ou de transferir incorretamente - algum dado crucial, comprometendo um experimento, é muito alto.
Nunca apague ou modifique um registro incorreto. Em vez disso, risque-o com uma linha horizontal única e coloque o registro correto o mais próximo possível. Não escreva sobre números incorretos; com o tempo, isso pode tornar impossível se distinguir entre o registro correto e o incorreto.
Nunca remova páginas dos registros. Desenhe linhas diagonais sobre qualquer página que tenha de ser desconsiderada. Forneça um breve argumento para desconsiderar a página.
Manter uma lista de telefones emergenciais sempre disponível para consulta, em local visível e de fácil acesso.
Treinamentos em noções de primeiros socorros e combate ao fogo são altamente recomendáveis para os laboratoristas, bem como noções básicas da operação de extintores de incêndio portáteis
Os laboratórios devem possuir sinalização de emergência.
O acesso de pessoal à área de trabalho deve ser restrito. Medidas de segurança adequadas, como controle de acesso eletrônico, são necessárias com agentes de maior risco.
Informar ao Responsável pelo laboratório/unidade sobre condições de falta de segurança.
WHO Laboratory Biosafety Manual 4th Ed 2021 - Biological Safety Cabinets
WHO Laboratory Biosafety Manual 4th Ed 2021 - Personal protective equipment
ISO 35.001:2019 Biorisk Management for Laboratories and Other Related Organisations.
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